摘要：目的制备载姜*素两亲性星状聚酯纳米粒（Cur-NPs），以解决其稳定性差、生物利用度低等问题。方法通过开环聚合反应和酯化反应合成两亲性星状聚酯（DPE-PCL-mPEG）作为纳米粒的载体材料，傅立叶变换显微红外光谱（FT-IR）、1H-NMR和凝胶渗透色谱（GPC）表征确定其结构和相对分子质量。溶剂挥发法制备Cur-NPs，考察其粒径、ξ电位、载药量、包封率。对Cur-NPs进行稳定性、体外释放、材料安全性、体外抗肿瘤和细胞摄取能力考察。结果成功合成DPE-PCL-mPEG，制备的Cur-NPs平均粒径为（86.00±2.01）nm，ξ电位为（?9.40±0.09）mV，包封率为（95.51±1.23）%，载药量为（5.52±0.54）%。Cur-NPs具有良好的稳定性和缓释能力。细胞毒性、细胞摄取和体外抗肿瘤实验表明，空白纳米粒（blank-NPs）具有良好的生物安全性；相对于姜*素溶液，Cur-NPs对人胶质瘤U细胞的生长抑制作用更明显，并且具有更强的入胞能力。结论Cur-NPs理化性质理想，能有效提高药物体外生物活性，为姜*素的临床应用提供了新的解决方案。
目前，癌症是全球第2大致死疾病，每年超过万人被确诊为癌症[1]，90%以上的癌症在潜伏期没有明显症状，直到中晚期才被发现。化疗是临床上治疗中晚期癌症的主要方式之一，可以延缓癌症的扩散和转移；但缺乏靶向性，对正常组织有明显的毒副作用[2]，容易导致多药耐药和变态反应。姜*素（curcumin，Cur）是从姜*根茎中提取的天然产物[3]，经FDA认证具有很好的安全性，可以通过多种分子机制抑制肿瘤细胞的增殖、分化、侵袭和转移[4-5]，还可以逆转多药耐药性[5]。但姜*素难溶于水、易降解、体内生物利用度低等特点[6]严重限制其临床应用。因此，急需研究新剂型以解决药物递送的一系列问题。近年来，随着纳米技术[7-8]的发展，纳米给药体系可以有效地改变药物在体内的药动学特征，从而实现药物的缓释及靶向递送，减轻毒副作用、提高疗效[9-11]。星状聚合物因其具有独特的空间形态，自组装成粒后，内部可形成巨大的空腔；相比直链聚合物，星状聚合物制备的纳米粒具有更高的载药量和包封率[12-13]，是一种良好的纳米载体。聚乙二醇是广泛使用的亲水性材料[14]，常与其他载体材料共价连接[15-17]，以增加纳米粒的稳定性和体内循环时间[17]。结合星状聚合物与聚乙二醇特性，将两者通过共价键连接成为一种新型两亲性星状聚酯，不仅可以实现姜*素的高效包载，还可以有效避免网状内皮系统对纳米粒的清除，延长体内循环时间。此外，纳米粒可以通过实体瘤的高通透性和滞留效应（EPR效应），使药物在肿瘤部位富集，增加药物进入肿瘤细胞几率，从而提高药物生物利用度实现治疗肿瘤目的。基于此，本实验选用双季戊四醇（dipentaerythritol，DPE）、?-环己内酯（?-cyclocaprolactone，?-CL）和聚乙二醇单甲醚（polyethyleneglycolmonomethylether，mPEG，相对分子质量）通过开环聚合和酯化反应合成两亲性星状聚酯DPE-PCL-mPEG，以姜*素为模型药物，采用溶剂挥发法[18]制备载姜*素纳米粒（Cur-NPs），对其物理化学性质进行表征。选取人胶质瘤U细胞为模型细胞，进一步考察该纳米粒的细胞毒性、体外抗肿瘤活性和入胞能力。以期得到一种粒径小、安全性高、稳定性好、抗肿瘤活性良好的纳米给药体系，为姜*素的临床应用提供新的解决途径。1材料与仪器
1.1材料
姜*素，质量分数98%，杭州广林生物医药有限公司；异辛酸亚锡［Sn(Oct)2］，化学纯，国药集团化学试剂有限公司；?-CL，分析纯，阿拉丁公司；DPE、mPEG、N,N′-二环已基碳二亚胺（N,N′-dicyclohexylcarbodiimide，DCC）、4-二甲氨基吡啶（4-dimethylaminopyridine，DMAP）、聚山梨酯80（化学纯），阿拉丁公司；丁二酸酐、三乙胺，上海凌峰化学试剂有限公司；四氢呋喃、乙腈为色谱纯；人胶质瘤U细胞，中国科学院细胞库；DMEM培养基、胎牛血清，浙江天杭生物科技股份有限公司；0.25%胰蛋白酶，Gibco公司；96孔板、细胞培养皿，耐思生物科技有限公司；MTT，索莱宝科技有限公司。1.2仪器
MalvernZS90激光纳米粒径测定仪，英国马尔文仪器有限公司；UV-紫外可见分光光度计，美国尤尼柯公司；LGJ-10冷冻干燥机，杭州诺丁科学器材有限公司；傅立叶变换显微红外光谱仪（FT-IR）、XIR高速冷冻离心机、超净台，ThermoFisher公司；IL-CT二氧化碳培养箱，施都凯仪器设备上海有限公司；酶标仪，Biotek公司；荧光显微镜，Olympus公司；核磁共振波谱仪，Bruker公司；X射线衍射仪，PNAlytical公司；透射电镜，日本电子株式会社。2方法与结果
2.1DPE-PCL和DPE-PCL-mPEG的合成
DPE-PCL-mPEG合成分成3个步骤：首先，通过开环聚合反应生成DPE-PCL。其次，用丁二酸酐修饰mPEG生成mPEG-COOH。最后，通过酯化反应，生成DPE-PCL-mPEG。具体步骤如图1所示。2.1.1DPE-PCL的合成1mmol的DPE、60mmol的?-CL和0.06mmol的Sn(Oct)2（催化剂）置于50mL的三口瓶中，N2保护下，r/min磁力搅拌，℃反应24h。反应结束后，冷却至室温，加入10mL二氯甲烷溶解，再逐滴加至冰乙醚中，沉淀纯化，抽滤收集粗产物。粗产物经二次沉淀纯化后于真空干燥箱干燥至恒定质量，称定质量计算DPE-PCL产率。
2.1.2mPEG-COOH的合成2mmolmPEG、3mmol的丁二酸酐和15mL的吡啶在mL三口瓶内搅拌溶解。加入0.mmolDMAP（催化剂）和0.02mmol三乙胺（缚酸剂），N2保护下，r/min磁力搅拌，室温反应24h。反应结束后，逐滴加至冰乙醚中，沉淀纯化，抽滤收集粗产物。10mL二氯甲烷溶解粗产物后逐滴加至冰乙醚中，再次沉淀纯化，抽滤收集产物，于真空干燥箱干燥至恒定质量，称定质量计算mPEG-COOH产率。
2.1.3DPE-PCL-mPEG的合成称取1mmol的DPE-PCL和1mmol的mPEG-COOH于50mL的三口瓶中，加入1mL乙腈搅拌溶解。再加入1mmol的DCC（催化剂）和0.1mmol的DMAP（催化剂），N2保护下，r/min磁力搅拌，室温反应48h。反应结束后收集产物，方法同“2.1.2”项。
2.2DPE-PCL和DPE-PCL-mPEG的表征
通过FT-IR和1H-NMR确定DPE-PCL和DPE-PCL-mPEG结构；凝胶渗透色谱（GPC）[16]和1H-NMR分别计算DPE-PCL和DPE-PCL-mPEG相对分子质量。DPE-PCL的FT-IR结果如图2所示，其酯键中C＝O的伸缩振动峰出现在.3cm?1，-C-O-C-的不对称振动峰和对称振动峰分别出现在.5、.5cm?1。而.3、.3、.0、.5cm?1这4个吸收峰归属于PCL片段上的亚甲基中C-H的特征峰。DPE-PCL的1H-NMR分析结果如图3-A所示。图中-O-CH2-、-CH2-CH2-CH2-CH2-CH2-、-CH2-CH2-CH2-CH2-CH2-和-CH2-COO-均为PCL片段上的特征峰，其化学位移分别为δ2.32（a）、1.39（b）、1.66（d）、4.06（c）。而PCL的末端亚甲基质子峰（-CH2-OH），由于受末端羟基的影响其化学位移向低场移至δ3.65（e）。此外其相对分子质量可以通过c与e之间的峰面积积分比计算，结果见表1。FT-IR和1H-NMR的结果表明DPE-PCL已成功合成。DPE-PCL-mPEG的FT-IR结果如图2所示，与DPE-PCL的FT-IR结果相比较，DPE-PCL-mPEG除了PCL片段中出现的酯键和亚甲基的特征峰，还出现了mPEG中醚键（-C-O-C-）的特征峰，分别位于.0、.7cm?1。DPE-PCL-mPEG的1H-NMR分析结果如图3-B所示，δ3.65（g）、3.39（f）为mPEG中-CH2-CH2O-和-OCH3的特征峰。而δ2.32（a）、1.39（b）、1.66（d）、4.07（c）为DPE-PCL-mPEG中PCL片段中亚甲基的特征峰。此外，通过f与g之间的峰面积积分比计算其相对分子质量，结果见表1。FT-IR和1H-NMR的结果表明已成功合成DPE-PCL-mPEG。DPE-PCL和DPE-PCL-mPEG的GPC分析结果如图4和表1所示，2个化合物的GPC曲线均是单峰且基本对称，多分散指数（PDI）分别为1.08和1.14，相对分子质量分布均比较集中。另外GPC中测得的数均相对分子质量与1H-NMR中计算得到的相近，表明该聚合物聚合度较均匀。2.3姜*素分析方法的建立
2.3.1色谱条件色谱柱为Axxlaim?PolarAdvantageII-C18柱（mm×4.6mm，5μm）；流动相为乙腈-0.6%乙酸水溶液（60∶40）；体积流量1.0mL/min；进样量10μL；检测波长nm；柱温30℃。
2.3.2对照品溶液制备精密称取姜*素对照品2.0mg，用乙腈溶解并定容至10mL，配制成姜*素对照品储备液。
2.3.3专属性实验取适量的姜*素和纳米粒，乙腈溶解，配制成姜*素溶液、空白纳米粒溶液（blank-NPs）、载药纳米粒溶液，0.22μm微孔滤膜滤过，按“2.3.1”项色谱条件进样检测。HPLC检测图谱如图5所示，姜*素保留时间为6.9min，峰形较好，姜*素与杂峰分离较好，载体材料对检测无干扰，方法专属性好，适用于纳米粒的包封率和载药量测定。
2.3.4线性关系考察取适量对照品溶液，用流动相稀释成质量浓度分别为0.1、0.5、1.0、2.0、4.0、6.0、8.0μg/mL的系列对照品溶液，0.22μm微孔滤过，检测姜*素含量。以姜*素的质量浓度为横坐标（X），峰面积积分值为纵坐标（Y）绘制标准曲线，进行线性回归，得到回归方程Y＝1.X＋0.，R2＝0.，结果表明姜*素在0.1～8.0μg/mL线性关系良好，该方法适用于姜*素的含量测定。
2.3.5精密度试验在线性范围内，精密量取对照品储备液，分别配制质量浓度为0.5、2.0、6.0μg/mL的对照品溶液，HPLC测定质量浓度并计算RSD分别为0.10%、0.20%、0.07%、RSD均＜2%，该方法精密度良好，方法可行。
2.3.6回收率试验分别取质量浓度为6.0μg/mL的姜*素对照品溶液2、3、4mL置于10mL量瓶中，取0.5mL空白纳米粒溶液加入样品中，流动相定容，制得质量浓度分别为1.2、1.8、2.4μg/mL的溶液，0.22μm微孔滤过，按“2.3.1”项色谱条件进样检测，每个质量浓度平行操作3次，计算回收率。回收率试验结果显示，1.2、1.8、2.4μg/mL的回收率分别为98.56%、99.25%、99.12%，RSD分别为1.79%、1.21%、0.98%，回收率均在95%～%，RSD均＜2%，符合方法学要求。
2.4Cur-NPs的制备
2.4.1制备方法溶剂挥发法制备Cur-NPs混悬液，精密称取姜*素和DPE-PCL-mPEG，丙酮溶解后缓慢滴加入纯水中，r/min磁力搅拌30min。40℃下真空干燥3h，4℃下低速离心10min（r/min）以除去游离姜*素，得到Cur-NPs。空白纳米粒（blank-NPs）的制备除不加药物，其余步骤相同。
2.4.2包封率和载药量考察取Cur-NPs在1r/min的转速下高速离心60min，收集并干燥沉淀，精密称定质量，加丙酮溶解定容，测定姜*素含量，根据公式计算纳米粒的载药量和包封率。
包封率＝W姜*素/W投药量
载药量＝W姜*素/WCur-NPs
W姜*素为Cur-NPs中姜*素的质量，W投药量为投入姜*素的质量，WCur-NPs为Cur-NPs的质量
2.4.3单因素考察分别考察姜*素与DPE-PCL-mPEG的质量比（药材比，1∶10、1∶15、1∶20、1∶25、1∶30）、有机相与水相的体积比（脂水比，1∶3、1∶4、1∶5、1∶6、1∶7）及姜*素的质量浓度（1.5、2.0、2.5、3.0、3.5mg/mL）这3个因素对制备Cur-NPs的影响。以平均粒径、PDI、包封率和载药量为指标，优化制备Cur-NPs的处方。
单因素考察结果见表2，姜*素与DPE-PCL-mPEG的质量比、姜*素的质量浓度、有机相与水相的体积比对纳米粒的大小、载药量和包封率均有影响，对PDI几乎没有影响。其中在姜*素与DPE-PCL-mPEG的质量比为1∶20，有机相与水相的体积比为1∶5，姜*素的质量浓度为2.5mg/mL的条件下，Cur-NPs的平均粒径理想，载药量和包封率最高。2.4.4Box-Behnken效应面优化Cur-NPs处方使用软件DesignExpert10中的Box-Behnken效应面，设置因素X1（姜*素与DPE-PCL-mPEG的质量比）、X2（有机相与水相的体积比）和X3（姜*素的质量浓度），输入相应的平均粒径、PDI、包封率和载药量。根据Hassan方法将粒径和PDI结果用公式dmax处理，包封率和载药量结果用公式dmin处理。最后根据公式计算总评归一值（OD），优化制备处方。
dmax＝(Yi－Ymin)/(Ymax－Ymin)
dmin＝(Ymin－Yi)/(Ymax－Ymin)
OD＝(d1d2…dk)1/k
根据单因素结果确定X1、X2和X33个因素的考察范围分别为X11∶10～1∶30、X21∶3～1∶7和X31.5～3.5，每个因素设置5个水平，OD值和方差分析结果见表3、4，通过拟合得到方程：OD＝0.－0.X1－0.X2＋0.X3＋0.X1X2＋0.X1X3－0.X2X3－0.X12－0.X22－0.X32。其三维曲线图见图6。最终得到最优处方：姜*素与DPE-PCL-mPEG的质量比为1∶17.8，有机相与水相的体积比为1∶4.9，姜*素的质量浓度为2.5mg/mL。将Box-Behnken效应面中得到的处方进行验证，结果如表5所示，实验结果以表示。各指标实际值与预测值接近，表明该回归方程的建立具有统计学意义。Cur-NPs的平均粒径为（86.00±2.01）nm，可以通过EPR效应进入肿瘤区域[19]。另外Cur-NPs的PDI小于0.2，表明纳米粒的粒径分布较窄，均一性良好。2.5Cur-NPs的表征
2.5.1纳米粒的平均粒径、ξ电位、包封率和载药量取Cur-NPs，在25℃下，马尔文粒径仪测定其平均粒径和ξ电位；包封率和载药量计算方法同“2.4.2”项。结果见表5，Cur-NPs呈负电荷，可有效减少血浆蛋白在粒子表面吸附[19]和被网状内皮系统清除[20]，增加其体内稳定性和循环能力；Cur-NPs具有较理想的包封率和载药量。
2.5.2Cur-NPs的形态取1滴blank-NPs或Cur-NPs置于铜网（目）上，2%磷钨酸钠染色，滤纸吸去过量的染色剂，将样品在室温下干燥，在透射电子显微镜下观察纳米粒形态（图7），blank-NPs和Cur-NPs呈较规整的球形，呈单分散状态，平均粒径约为80nm与激光粒度仪测定结果相符。
2.6Cur-NPs的稳定性考察
取2mLCur-NPs分别加入8mL0.01mol/L磷酸盐缓冲溶液（PBS，pH7.4）和含10%血清（FBS）的0.01mol/LPBS（pH7.4），37℃下静置保存，在0、1、4、8、12、24h取样并测定其平均粒径和ξ电位。Cur-NPs在PBS（pH7.4）和PBS＋10%FBS（pH7.4）中的稳定性结果如图8所示。24h内Cur-NPs在PBS中平均粒径从86.5nm增大至88nm，没有明显波动；但在PBS＋10%FBS中粒径从86.5nm增大至93nm，可能是由于血清中的蛋白在Cur-NPs表面少量附着导致粒径略有增大，但10h后粒径不再有明显的波动，表明Cur-NPs处于稳定状态。此外，Cur-NPs在PBS和PBS＋10%FBS中ξ电位变化均在1mV以内，没有明显改变。结果表明Cur-NPs稳定性良好。2.7X-射线衍射（X-raydiffraction，XRD）表征
取4mLCur-NPs和blank-NPs冷冻干燥，将冻干的Cur-NPs和blank-NPs，以及姜*素粉末，用XRD进行表征，观察其表面结构特征。姜*素、Cur-NPs和blank-NPs粉末的XRD结果如图9所示，其中，姜*素具有明显的特征峰；Cur-NPs和blank-NPs的图谱比较相似，姜*素特征峰基本消失；由此可证明姜*素被包裹在纳米粒中，而非吸附在纳米粒表面。2.8体外释放研究
将姜*素溶液（Cur-DMSO，姜*素用1%DMSO水溶液溶解）和Cur-NPs分别用纯化水稀释至姜*素质量浓度为60μg/mL，取1mL溶液至透析袋（截留相对分子质量为）中，加入mL0.01mol/LPBS（pH7.4，含0.5%聚山梨酯80）为释放介质，置于37℃、r/min的恒温震荡箱内，在设定时间点取出5mL释放介质，并补充相同体积的新鲜介质，测定并计算药物的累积释放率，每组平行3份。累积释放率＝(CnV0＋CiV)/m姜*素
Cn为释放各时间点测得释放介质中的姜*素的质量浓度，V为释放介质的总体积，V0为每次取样的体积，m姜*素为透析袋中姜*素的总质量
以PBS（pH7.4）模拟体内循环环境，Cur-DMSO为对照，研究Cur-NPs中姜*素的释放行为，结果如图10所示。Cur-DMSO在0～12h内姜*素快速释放，在12h累积释放率达到78%，其平均释放速率约为6.50%/h；12h后释放趋于平缓，48h时基本完全释放，累积释放率达到94.44%。Cur-NPs的释放过程分3个阶段：在第1阶段（0～4h）姜*素基本没有释放，可能由于Cur-NPs表面无姜*素附着，姜*素需从Cur-NPs内向外扩散才能释放，这一现象与XRD结果相符；在第2阶段（5～48h），随着Cur-NPs向外扩散通道的形成，姜*素平缓释放，累积释放率从0.3%增加到69.9%，平均释放速率为每小时1.62%，远低于Cur-DMSO释放速率，说明Cur-NPs具有良好的缓释能力；第3阶段（48h后），Cur-NPs的释放速率趋于平缓，72h时累积释放率达到80.88%。2.9细胞毒性考察
用MTT法检测blank-NPs对U细胞的细胞毒性，将处于对数生长期的U细胞以每孔8×个接种于96孔板，于37℃、5%CO2培养箱中孵育24h。将blank-NPs用新鲜培养基稀释至50～μg/mL，弃去原有的培养基，每孔分别加入μL含blank-NPs的不同浓度培养基和新鲜培养基（对照组，细胞存活率为%），各组平行5份，另设无细胞孔为空白组。继续培养24h后，加入10μLMTT（5mg/mL）。37℃下继续培养4h后，弃去旧培养基，加入μL的DMSO，并在酶标仪上于波长nm处测定吸光度（A），计算细胞存活率。细胞存活率＝(A实验－A空白)/(A对照－A空白)
A实验为实验组测得的A值，A对照为对照组测得的A值，A空白为空白组测得的A值
Blank-NPs的细胞毒性结果如表6所示。Blank-NPs对U细胞的生长抑制与blank-NPs浓度呈正相关，当blank-NPs质量浓度高达μg/mL时U细胞的存活率依旧保持在80%以上。表明NPs体系生物安全性良好。2.10细胞摄取实验
将处于对数生长期的U细胞以每孔1×个接种于6孔板，于37℃、5%CO2培养箱中孵育24h。弃去培养基，将Cur-DMSO、Cur-NPs用新鲜培养基稀释至20μg/mL后，加至6孔板中，每孔加入1mL。于37℃、5%CO2培养箱中孵育培养3h后，弃去含药培养基，PBS冲洗3次，荧光显微镜观察U细胞的药物摄取情况。荧光显微镜观察U细胞对Cur-DMSO和Cur-NPs的摄取结果如图11所示，在相同条件下培养4h后，可以观察到Cur-NPs组细胞中的绿色荧光明显要强于Cur-DMSO组；由此可知，相比Cur-DMSO，Cur-NPs具有更强的抑制肿瘤细胞侵袭能力。2.11体外抗肿瘤细胞增殖实验
MTT法测定Cur-DMSO和Cur-NPs对U细胞的抗增殖效果，细胞培养方法同“2.9”项。将Cur-DMSO、Cur-NPs用新鲜培养基稀释至药物质量浓度为2.5、5.0、10.0、20.0、40.0、60.0μg/mL，分别加入含U细胞的96孔板中，每孔μL，各浓度平行5份。另设新鲜培养基为对照组（细胞存活率为%），无细胞孔为空白组。培养24h后，弃去培养基，加入含10%MTT的培养基μL。继续培养4h，弃去旧培养基，加入μL的DMSO，酶标仪测定nm处A值。按“2.9”项下公式计算细胞存活率，并用SPSS计算Cur-DMSO和Cur-NPs的半数抑制浓度（IC50）。在证实纳米载体良好的生物安全性基础上，进一步研究Cur-DMSO和Cur-NPs对肿瘤细胞的抗增殖能力，结果如表7所示。Cur-DMSO和Cur-NPs对U细胞抗增殖能力均随着药物浓度的升高而上升。经计算Cur-DMSO和Cur-NPs对U细胞的IC50分别为20.92、14.74μg/mL，表明Cur-NPs的体外抗肿瘤活性更强。其可能原因：在相同药物质量浓度下，Cur-NPs可以更好地被摄取进入细胞并实现胞内释放，使得肿瘤细胞内具有更高的姜*素质量浓度，因而具有更强的抗增殖能力。3讨论
本实验通过开环聚合和酯化反应成功合成了DPE-PCL-mPEG，采用溶剂挥发法制备了Cur-NPs，经单因素考察和Box-Behnken效应面选择最优处方，得到粒径较小，分布均匀，理化特性理想的纳米粒。体外释放和稳定性实验表明，Cur-NPs具有缓释能力，且在PBS和PBS＋10%FBS中稳定性良好。体外细胞毒性实验证实，blank-NPs具有较好的生物安全性。而细胞摄取和体外抗肿瘤实验表明，针对U细胞，相比Cur-DMSO，Cur-NPs具有更强的抗肿瘤活性和入胞能力。总之，DPE-PCL-mPEG是理想的载体材料，Cur-NPs能有效提高姜*素生物利用度，是具有临床应用潜力的纳米给药系统；此外，该制剂的体内药学特性仍需进行更系统、深入的研究。利益冲突所有作者均声明不存在利益冲突
参考文献（略）
来源：洪伟勇，王金明，王海英，周雪峰，郭钫元，杨根生．载姜*素两亲性星状聚酯纳米粒的制备、表征及体外抗肿瘤研究[J].中草药,,52(8):-.
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